大小鼠给药是动物实验里非常重要的一环，单就给药方式而言，就有多种选择，如口服、灌胃、静脉注射、腹腔注射、皮下注射、肌肉注射、脑室内注射、鼻腔或舌下给药等；如何科学合理的选择给药方式，是一门大学问！本期，小编就为大家介绍下常见的给药方法，分享一些实用的操作技巧，希望能够帮助挣扎在动物实验一线的小伙伴们少走弯路。

注射器选择

工欲善其事必先利其器，市面上的注射器五花八门，针对不同的给药途径，我们首先要选择合适的注射器和针头。

Figure 1. A) Needle and B) syringe parts, labeled. C) Burr on needle caused by repeated placement of the needle into a multi-use vial. D)Needle recapper in use.

注射器及针头的选择和使用

1.针有尖、斜面、轴和轮毂，注射器有一个针头、一个桶和一个柱塞（Fig1. A、B)；针头连接到注射器的顶端，有些注射器有锁头，请确保针头稳定的连接在注射器上。

2.针是按规格和长度来定大小的。量规数越大，针越小。小针很容易变钝（针尖上形成毛刺）不应该用来刺破多剂量瓶(Fig1.C)。插入动物时针口最好斜面向上，特别是静脉注射。

3.如果不熟悉使用注射器和针头，在注射动物之前先练习使用注射器和注射。理想情况下，操作者将能够自信地用一只手操作注射器和针头，而另一只手来约束动物。手部稳定可以减少针的移动，减少组织损伤。

4.水性药剂比油性化合物等较厚的药剂更容易注入。注射较浓的化合物时要非常缓慢，以避免针头从注射器中脱落。

5.不要用手重覆针头，这是被针头刺伤的常见原因。针头和注射器应妥善放置在有标记的利器盒内。如果针头必须重新使用，可以使用类似设备（Fig1.D）。

口鼻给药

Intranasal (IN)

1.按正确方式进行抓取。

2.使用注射器或吸管，将少量药剂滴于动物的鼻孔处。

3.注意药剂会消失在鼻孔里。

4.重复上述操作，直到所需的量完成为止。

肌肉注射

Intramuscular (IM)

1.正确抓取动物，确保动物的一个后腿是自由的，稳定的注射。抓握可能需要两个人，如果动物在注射过程中会踢腿，针就会造成肌肉损伤。

2.针应该垂直于动物的皮肤插入。使用适当大小的注射器和针头，将材料注射到动物的股四头肌(大腿前部)或大腿外侧肌肉群，插入深度没过针的斜面。

3.不要注射到后面的肌肉群，因为可能会损伤坐骨神经。

4.如果动物要接受多次IM注射，要双腿交替。

腹腔注射

Intraperitoneal (IP)

1.正确抓取动物，将动物的鼻子朝向地面，露出腹部注射。

2.定位动物的中线并将腹部分成象限(Figure 2.)，下象限，特别是动物的右下象限，是腹腔注射的合适位置（选择右下象限是因为缺少重要的解剖结构）。

3.使用适当大小的注射器和针头，将材料注射到动物体内。

4.如果动物要接受多次IP注射，应交替注射部位。

Figure 2. Quadrants of the ventral abdomen. Only inject into the lower two quadrants, preferentially the right lower quadrant.

皮下注射

Subcutaneous (SC,SQ)

1.正确抓取动物，动物必须受到足够宽松的抓握，这样皮肤才能活动起来。

2.如果动物是在SC注射后常规处理，不要使用颈背(颈背)。相反，可以使用背部或侧面的皮肤。如果动物要接受多次皮下注射，可交替注射部位。

3.把皮肤轻轻地向上拉，做一个“帐篷”。

4.使用适当大小的注射器和针头，以30°-45°角将针头插入帐篷状皮肤，然后注射药剂。平行地从手指处注射，手指向上支撑皮肤。

5.如果注射成功，可以看到皮下有一个小肿块。注射后，温和的给以压力，以防止药剂回流。

皮内注射

Intradermal (ID)

1.对于皮内注射，需要给动物剃毛，这样可以看到皮肤。

2.抓握动物进行多次皮内注射很困难，这种情况下，需要化学镇静。ID的注射位置与SC的注射位置相同。以15°-30°角将一根大小合适的针插入皮肤。针不要插得很深，注射时应该有阻力。

（另一种方法是轻轻按压注射部位附近的皮肤，以非常浅的角度插入针头。这种方法对小鼠很有用，因为它可以防止老鼠在注射过程中移动。）

3.如果注射成功，会看到一个小水泡，并且比周围的皮肤白。

4.注射后，温和的给以压力，以防止药剂回流。

血管内注射

Intravascular (IV)

1.左右侧尾静脉是小鼠和大鼠最常见的血管通路。

2.其他血管通路在小鼠和大鼠中也是可以注射的，但一般需要镇静和注射后镇痛。

3.对于尾静脉注射，可使用保定袋或约束装置辅助操作（使用方法点击此处）。

4.把动物的尾巴放在灯下，或放在一个有保护的加热装置上。这将促进血管舒张，注射更容易。（注意不要让动物过热；对于大的雄性大鼠来说，清理掉尾巴上的皮肤鳞片可以清楚地看到静脉。清洁时要轻柔，避免擦伤皮肤。）

5.用左手抓住动物的尾巴尖，这样可以把尾巴拉直。

6.90°旋转尾部，尾静脉注射更容易。（这种动物有两条侧尾静脉和一条腹侧尾动脉Figure 3.）

7.用针以15°-20°角从尾巴的远端开始接近尾巴。（静脉很浅，插入深度不宜超过斜面太多，注射开始尽可能远离根部，如果第一次尝试失败，这样有更多的未受损静脉用来尝试注射。）

8.进行注射，成功的插入注释时是没有阻力的，并且注射部位变苍白。（注射前不要抽吸，因为这会使静脉衰竭，注射后轻柔按压静脉穿刺部位可防止出血。）

9.如果注射不成功，药剂将不容易推动，相反，尾部皮肤会变白。

Figure 3. Schematic of the tail in cross-section, illustrating the relationship of the arteries and veins to the bony and tendenous structures.

灌胃

Intragastric (IG)

1.只能够对被抓取的、清醒的动物进行灌胃，麻醉或镇静会增加误吸的风险（物质无意中进入肺部）。

2.选择一个适当大小的口服灌胃针，这种针的末端是球状的，便于防止它们进入气管。

3.所需的长度应需要从举起动物的嘴角开始测量（Figure 4.），灌胃针的球头应达到动物最后一根肋骨（针规由动物的体重决定）。

4.把动物的头和身体控制在一条直线上。这样可以拉直食道，使进食管更容易通过。

5.将针的球形尖端插入动物的嘴里，盖住舌头。针头就位后，把针头和注射器拿起来，轻轻压在上颚上，让动物的鼻子朝向天花板。（在大鼠身上，当针头穿过喉咙后部时，可能需要稍微改变方向，针上的任何阻力都表明需要调整位置。）

6.继续穿针，直到达到预定的距离。针应容易通过，动物不应喘息或窒息。

7.注射药物，它应该流入胃部。如果有抵抗或动物喘息，窒息，或动物变成青紫色，应立即停止操作把针拔掉，情况严重需安乐死。

Figure 4. Gavage needle sizing in rats. A) Gavage needle too long. B) Appropriately sized gavage needle. C) Gavage needle measurement tooshort, D) Palpating for the last rib to determine appropriate gavage needle size.

温馨提示

给药途径会影响药物的吸收、生物利用度和特定实验的适宜性。研究人员需熟悉各种途径，以最佳方式对动物进行给药。例如，如果研究人员希望以一种较慢的方式给药，就不应该使用促进物质快速吸收的途径，如静脉或腹腔。

给实验室啮齿动物使用药物，应考虑适当的设备尺寸和药物体积(Table 1.)。设备尺寸不当或体积过大可能导致动物不适、受伤或死亡。一般情况下，非肠道给药是无菌的，除非研究目的使之。

Table 1. Recommended doses and needle sizes for various routesof compound administration in mice and rats.

化合物和生物制剂应放在对动物影响最小的溶质或载体中。通常被广泛使用的pH值为生理pH值(7.3 -7.4)，尤其是在皮下、肌内和腹腔内使用时。通过这些途径给药的物质中的非生理pH值可能导致疼痛、坏死和组织损伤。更大范围的pH值可通过胃内和静脉途径耐受。

在小型啮齿类动物中，另一个重要的考虑因素是，如果提供大量的室温液体，注意不要冷却。如果液体是通过静脉或腹腔注射的，特别是为了支持生病的动物，它们应该被加热到体温(37℃)。

动物相关操作程序的培训对研究的成功至关重要。为了进行大多数的实验，动物必须由专业人员来处理，动物处理得越好，动物的压力就越小。处理压力已经被证明会影响某些类型的研究，使动物适应温和的人际接触，可以减轻动物的压力，使动物更容易驯养。

上海南模生物已建立多种手术或药物诱导的经典的人类疾病大小鼠模型，可为相关疾病发病机制的研究、基因或蛋白在疾病中的功能研究、疾病药物筛选与疗效评价等提供良好的动物模型。

声明：文中图表均来源于JOVE Video Article：Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats